O Procedimento Operacional Padrão, conhecido como POP, é como um guia detalhado usado nos laboratórios de microbiologia. Ele explica, passo a passo, como realizar cada tarefa de forma correta e segura. Isso ajuda a garantir que os resultados dos testes sejam confiáveis e que o trabalho siga sempre os mesmos padrões.
Em um laboratório, é muito importante que tudo seja feito da forma certa, desde lavar os materiais até manusear microrganismos. Por isso, o POP traz informações como: quais materiais usar, em que ordem fazer cada etapa, como evitar contaminações e que cuidados tomar para garantir a segurança de todos.
No laboratório de microbiologia realizam-se atividades como isolamento e identificação de microrganismos, avaliação de sensibilidade a antibióticos e outras substâncias bactericidas e bacteriostáticas, produção de metabólitos, testes de coloração e diversas abordagens experimentais que dependem do cultivo de seres invisíveis a olho nu. Diferentemente de outros laboratórios, aqui a contaminação é biológica e pode comprometer toda a cadeia de trabalho, exigindo atenção constante em cada etapa.
Ao chegar ao laboratório, o pesquisador deve lavar as mãos cuidadosamente e aplicar álcool 70% glicerinado, assim como descontaminar as superfícies de bancada com álcool 70% antes e após cada procedimento. Todos os pertences pessoais, como bolsas, chaves, canetas, devem ficar em bancadas laterais, longe da área central onde ocorrem os experimentos, e portas e janelas precisam permanecer fechadas para evitar correntes de ar que tragam microrganismos indesejados.
O uso de jaleco é obrigatório dentro do laboratório e proibido fora dele, devendo ser guardado em saco plástico limpo quando não estiver em uso. Cabelos longos devem estar presos para não se aproximarem de chamas ou materiais biológicos. É proibido comer, beber, fumar, trocar lentes de contato ou retocar maquiagem no espaço laboratorial, bem como tocar o rosto durante as rotinas experimentais, garantindo um ambiente de extrema concentração.
O bico de Bunsen deve ser aceso antes de qualquer manipulação, ajustando-se a chama azul ideal e seguindo a ordem correta de fechamento das válvulas: primeiro a válvula sob a bancada, deixando que o gás residual seja consumido, e só depois fechando a válvula do bico. Cada bico deve ser operado por apenas um pesquisador por vez, posicionando-se sempre à frente da chama e mantendo o material por trás para reduzir turbulências e riscos de acidentes.
Ferramentas e utensílios exigem esterilização rigorosa: alças em liga de crômo-níquel e pinças metálicas passam diretamente na chama, alças de vidro são decontaminadas com álcool e introduzidas em seguida no fogo. A pipetagem de culturas ocorre exclusivamente com micropipetas e pipetadores; pipetas de vidro podem ser usadas para soluções gerais apenas com algodão nos bocais. Ponteiras e zaragatoas descartáveis devem ser depositadas em frascos com desinfetante. Cada peça de vidraria usada precisa ser esterilizada, lavada imediatamente e reintegrada ao fluxo de trabalho, evitando qualquer acúmulo que possa atrasar experimentos ou gerar contaminação.
Placas de Petri com meio de cultura não devem ficar estocadas por longos períodos. Assim que o experimento termina, o pesquisador deve esterilizar o material, lavar as placas e rotulá-las com nome do responsável, data do experimento, tipo de meio e linhagem de microrganismo. Manter o protocolo sempre atualizado registrando objetivos, resultados e discussões, é essencial para a rastreabilidade e o sucesso das análises, incluindo os processos de lavagem e esterilização no planejamento diário.
No caso de quebra de frascos ou derramamento de culturas, interrompa o experimento imediatamente, cubra o local com toalhas descartáveis embebidas em álcool 70% e aguarde pelo menos 15 minutos antes de remover e descartar o material. Após isso, limpe novamente a superfície com álcool 70% e comunique qualquer ferimento ao professor responsável antes de retomar as atividades.
Essas práticas visam manter o laboratório de microbiologia limpo, organizado e seguro, assegurando que cada experimento gere resultados confiáveis e protegendo tanto os pesquisadores quanto o ambiente contra riscos biológicos. A disciplina no cumprimento desses procedimentos reflete o compromisso com a qualidade e a integridade da pesquisa científica.
Microscópios ópticos utilizam luz do espectro visível, ou em alguns casos, luz não visível, para formar imagens ampliadas de estruturas microscópicas.
Para seu uso adequado, o procedimento inicia-se com a retirada da capa protetora e o encaixe do equipamento na fonte de energia, respeitando a voltagem correta. Em seguida, liga-se a lâmpada por meio da chave localizada lateralmente e ajusta-se a intensidade luminosa pelo botão regulador na base.
A objetiva de menor aumento (4x) deve estar corretamente posicionada, o que é indicado por um leve clique ao girar o revólver. Com a objetiva correta em uso, a lâmina deve ser colocada sobre a platina e fixada com a presilha, garantindo que esteja bem encaixada. O esfregaço bacteriano deve então ser posicionado sobre o foco de luz com auxílio do charriot.
Ajusta-se o foco olhando pelas oculares e utilizando os botões de foco localizados na lateral do equipamento. O parafuso macrométrico permite erguer a platina para focalizar inicialmente, enquanto o micrométrico (inserido no corpo do macrométrico) proporciona ajustes finos e precisos. É fundamental nunca forçar nenhuma parte do microscópio para evitar danos.
Durante a análise, movimenta-se o corte com o charriot para explorar o campo visual, podendo-se alternar as objetivas para maior ampliação (10x e 40x). A lente de 100x só deve ser utilizada com lâminas específicas e sempre com supervisão de técnico, monitor ou docente responsável.
Após a observação, deve-se retornar a objetiva de 4x, abaixar a platina para a posição inicial, retirar cuidadosamente a lâmina e armazená-la corretamente. A luz deve ser reduzida, o equipamento desligado e recoberto com sua capa de proteção.
A autoclavação é um processo eficiente de esterilização com pressão de vapor. Alguns cuidados importantes deverão ser tomados no processo de esterilização por autoclave.
Existem vários tipos de autoclaves, mas, nas mais comuns, antes de iniciar o processo, deve-se averiguar se existe água suficiente cobrindo as duas resistências. Caso contrário, elas poderão ser fundidas ao se ligar o aparelho. Sempre deve ser utilizada água destilada, para se evitar oxidações das partes metálicas.
Liga-se o aparelho na capacidade máxima e pode-se carregar o cesto com o material a ser esterilizado (frascos com soluções, pois material sem umidade não é adequado para este tipo de processo). A tampa deverá ser fechada com as manoplas sendo apertadas em cruz, uma de frente para outra, e de maneira progressiva, para não danificar a borracha de vedação.
Cuidar para que a válvula de segurança esteja aberta para liberar o ar sob pressão, durante o processo de aquecimento, eliminando os bolsões de ar mais frio, que poderiam comprometer a esterilização. Após a emissão de vapor pela válvula, esta poderá ser fechada, produzindo o aumento de pressão. Quando esta atingir o nível de 1atm/cm2, 121°C, o controle deverá ser posicionado em “Médio”, e então feita a contagem de tempo (15 a 20 minutos para material limpo, dependendo da quantidade, 30 minutos para material já contaminado). Jamais deixar a pressão chegar à marcação vermelha do manômetro.
Após o período desejado, desligar o aparelho, esperar a pressão chegar a “0”, e então abrir a válvula de segurança. Se esta for aberta antes de se zerar a pressão, o material entrará em equilíbrio com a pressão atmosférica e entrará em ebulição rapidamente, podendo extravasar.
Abrir a tampa com luvas de amianto, proteger os braços com a manga do guarda-pó, tomando-se extremo cuidado com o vapor emitido. Esta é a fase de maior número de acidentes no laboratório: queimaduras. Explosões com autoclaves são raras, sendo reflexos de pouca manutenção do aparelho e displicência com as regras de utilização.
As capelas de fluxo laminar são equipamentos indispensáveis em laboratórios que exigem controle rigoroso de contaminação durante a manipulação de materiais sensíveis. Elas funcionam criando um fluxo contínuo de ar unidirecional, filtrado por membranas HEPA (High Efficiency Particulate Air), que removem com alta eficiência partículas suspensas no ambiente.
Essa barreira física e microbiológica impede que contaminantes externos comprometam os processos realizados dentro da capela, oferecendo um espaço limpo e controlado para procedimentos que demandam elevada pureza, como culturas microbiológicas, preparação de meios ou manuseio de reagentes estéreis.
A higienização e descontaminação da capela de fluxo laminar devem ser realizadas diariamente antes do início e no final das atividades e, sempre que o equipamento for religado após um período de inatividade superior a duas horas.
O processo começa com o acionamento do sistema de fluxo de ar laminar, certificando-se de sua estabilidade. Em seguida, realiza-se a limpeza das paredes internas e da superfície de trabalho com álcool 70% ou outro desinfetante compatível, aplicado com pano estéril ou toalha descartável que não solte partículas.
A descontaminação completa inclui o uso da lâmpada germicida UV, que deve permanecer ligada por um período de 20 a 30 minutos, mantendo a área desocupada durante a exposição à radiação. Após esse intervalo, desliga-se a lâmpada UV, acende-se a iluminação fluorescente e verifica-se novamente o fluxo de ar para que as atividades laboratoriais possam ser iniciadas com segurança.
Todos os procedimentos devem ser registrados em documento próprio, indicando data, horário e responsável, garantindo rastreabilidade e conformidade com os padrões estabelecidos de controle de qualidade.
A centrífuga é um equipamento utilizado em laboratórios para separar componentes de uma amostra com base em densidade. Ao girar os tubos em alta velocidade, ela aplica força centrífuga, fazendo com que substâncias mais densas se depositem no fundo do tubo e as mais leves permaneçam na parte superior.
O uso adequado da centrífuga exige atenção às etapas operacionais e ao cumprimento rigoroso das recomendações de segurança, garantindo o bom funcionamento do equipamento e a integridade das amostras.
Antes de iniciar o processo, é necessário verificar a voltagem da tomada e conferir se é compatível com o equipamento. Em seguida, o tempo de operação deve ser programado conforme as necessidades do ensaio, e os tubos devem ser posicionados de forma balanceada, garantindo pesos equivalentes e distribuição simétrica no rotor, o que evita danos mecânicos e vibrações excessivas.
Com os tubos devidamente acomodados, aciona-se o interruptor geral e, posteriormente, o interruptor do relógio para dar início ao processo. A velocidade de rotação (rotações por minuto) deve ser regulada com o botão específico, conforme o tipo de amostra e o protocolo definido.
Em hipótese alguma o equipamento deve ser aberto enquanto estiver em funcionamento, pois isso representa risco físico e pode comprometer o ensaio. Da mesma forma, é fundamental não acionar a centrífuga com a tampa aberta, respeitando a exigência de que ela esteja completamente fechada durante toda a operação.
A estufa é um equipamento fundamental no laboratório de microbiologia, utilizado para incubar culturas de microrganismos em temperatura controlada, promovendo condições ideais para seu crescimento acelerado. Ao manter uma temperatura constante, conforme o organismo cultivado, a estufa garante um ambiente propício para a multiplicação microbiana durante ensaios laboratoriais.
O procedimento padrão para uso da estufa inicia-se com a conexão do equipamento à rede elétrica. Em seguida, o operador deve acionar o botão liga/desliga localizado na parte frontal do equipamento e ajustar a temperatura desejada por meio do botão giratório. A leitura da temperatura interna deve ser acompanhada regularmente por meio do termômetro instalado na estufa, assegurando que os parâmetros estejam estáveis.
As amostras contendo culturas microbiológicas são então colocadas cuidadosamente no interior do equipamento e mantidas sob observação durante o período de incubação indicado para cada espécie. Após o tempo necessário, desliga-se o equipamento pelo botão frontal e desconecta-se da tomada.
O pHmetro é um instrumento utilizado para medir com precisão o pH e o potencial elétrico (mV) de soluções líquidas. Ele oferece facilidade de uso, rapidez nas medições e alta confiabilidade nos resultados. Para garantir a exatidão das análises, é essencial calibrar o eletrodo com soluções tampão de pH conhecido, preferencialmente próximas ao valor da amostra a ser medida. O eletrodo deve ser mantido imerso em solução de KCl quando não estiver em uso, pois deixá-lo seco ou em água destilada pode danificá-lo. Também é importante evitar impactos, congelamento ou qualquer tipo de dano físico.
A calibração é feita conectando o equipamento à tomada, ligando-o e selecionando a opção de calibração. O eletrodo deve ser limpo, seco e imerso na solução tampão indicada pelo aparelho. Após a leitura, confirma-se o valor e repete-se o processo com outro tampão de pH diferente, sempre lavando e secando o eletrodo entre as etapas.
Para medir o pH de uma solução química, retira-se a proteção do eletrodo, realiza-se a limpeza e imersão na amostra. O equipamento então faz a leitura e exibe o valor. Se necessário, o pH pode ser ajustado com adição gradual de ácido (HCl) ou base (NaOH), evitando mudanças bruscas. O uso correto do pHmetro e a manutenção adequada do eletrodo são fundamentais para garantir medições precisas e seguras no ambiente laboratorial.